Fijadores Histológicos: Composición y Aplicaciones
MEZCLAS FIJADORAS: La mayor parte de los procesos de fijación utilizan distintas sustancias fijadoras, bien mezcladas en la solución acuosa inicial o utilizadas sucesivamente en el tiempo.
Líquido de Bouin
Está formado por ácido pícrico, formaldehído y ácido acético glacial. Es una solución muy utilizada para el procesamiento de tejidos que se incluirán en parafina (ver capítulo de inclusión) y a cuyas secciones se les pueden aplicar un amplio espectro de tinciones.
Es muy útil para tejidos blandos y embriones, y preserva bien el núcleo y el glucógeno. Hay que tener cuidado con el tiempo de fijación, que no debe exceder de 48 horas (h) en el caso de fijaciones por inmersión. Tras la fijación, las muestras de tejido se pueden conservar en alcohol de 70°. No está recomendado para el riñón ni para el estudio de mitocondrias. Antes de la inclusión en parafina es conveniente eliminar el ácido pícrico mediante lavados en alcohol de 70° porque puede impedir una buena inclusión o que las tinciones no sean adecuadas.
Líquido de Carnoy
Es un buen fijador para el glucógeno, para los hidratos de carbono simples y para las proteínas fibrosas. Es adecuado para visualizar los ácidos nucleicos, aunque no la morfología nuclear, y para los grumos de Nissl del sistema nervioso. Puede producir retracciones tisulares. Está formado por etanol absoluto 60 %, cloroformo 30 % y ácido acético glacial 10 %.
Mezclas con Formaldehído
El formaldehído es quizá el fijador más usado hoy en día, tanto para técnicas histológicas rutinarias como para otras como la inmunocitoquímica o la hibridación de ácidos nucleicos. Lo más frecuente es utilizarlo en solución al 4 % junto con otros fijadores (por ejemplo, el Bouin). Se suelen disolver en soluciones tamponadas que tienen una osmolaridad similar a la del tejido que se pretende fijar.
Para fijaciones de tejidos destinados a microscopía electrónica se suelen utilizar soluciones fijadoras que contienen formaldehído y glutaraldehído. La función del formaldehído es iniciar una fijación rápida, por su mayor capacidad de penetración, mientras que el glutaraldehído realizará una fijación más poderosa, pero más lenta, que afectaría a la estructura tisular puesto que el formaldehído ya ha realizado una fijación previa.
Glutaraldehído-Tetróxido de Osmio (Postfijación)
Los fijadores en combinación no tienen necesariamente que usarse al mismo tiempo. Es habitual que los tejidos destinados a microscopía electrónica sean inicialmente fijados en glutaraldehído (1 al 3 %) y paraformaldehído (2 al 4 %), para posteriormente ser postfijados en tetróxido de osmio al 1 % en solución tamponada.
Este último es un buen preservador de la ultraestructura celular, sobre todo membranas, en cooperación con los aldehídos. Esto es importante porque el proceso para microscopía electrónica supone incubar el tejido en solventes orgánicos y polimerización de resinas a 60 °C, durante las cuales el tejido debe ser preservado.
FIJADORES SIMPLES
Alcohol Etílico
Fija por deshidratación y se usa entre el 70 y 90 %. Es un buen elemento para preservar moléculas, como ciertas enzimas, propiedades antigénicas, glucógeno, pigmentos y para las extensiones citológicas. Debido a que deshidrata a la vez que fija, se puede usar también como un conservante de las muestras. Tiene inconvenientes como el endurecimiento y la retracción de los tejidos. Carece de efecto mordiente.
Ácido Acético
Su proceso de fijación consiste en cambiar el estado coloidal de las proteínas. Se utiliza a una concentración que varía entre el 1 y el 5 %. Es el fijador ideal para ácidos nucleicos y nucleoproteínas. Como inconvenientes cabe destacar la destrucción de las mitocondrias y la mala fijación de membranas y citoplasma. Se suele usar en combinación con otros fijadores.
Ácido Pícrico
La fijación se produce porque sales del tipo picrato coagulan con las proteínas de los tejidos. Se suele usar el 2 % de una solución saturada de ácido pícrico. Preserva bien la estructura celular, no produce retracciones cuando el tiempo de fijación es óptimo, preserva bien glucógeno y lípidos. Es un buen fijador para tinciones generales puesto que favorece la unión de los colorantes. Hay que eliminarlo completamente antes de proceder a la inclusión en ceras como la parafina. Se suele usar combinado con otros fijadores.
Formaldehído
Actúa mediante la formación de puentes entre las moléculas tisulares. Se utiliza a concentraciones próximas al 4 %. Es un fijador ampliamente usado por la buena preservación del tejido, actúa como conservante, produce poca retracción tisular, es un buen fijador para lípidos, es compatible con la mayoría de las tinciones histológicas, incluidas las de inmunocitoquímica e hibridación de ácidos ribonucleicos. Normalmente se usa en solución tamponada e isotónica.
Glutaraldehído
Forma puentes entre las moléculas de los tejidos. Se usa a una proporción de entre el 0,5 y el 3 %. Tiene una alta capacidad para preservar la estructura celular, por lo que es el fijador de referencia para observación de ultraestructuras celulares con el microscopio electrónico. Pero hay que tener cuidado con su baja penetración tisular y puede producir retracciones. Se usa en soluciones tamponadas isotónicas.
Tetróxido de Osmio
Forma puentes entre moléculas. Se emplea al 1 % en soluciones tamponadas. Es buen fijador de la ultraestructura de la célula, por lo que se emplea habitualmente para las observaciones con el microscopio electrónico. Es un buen fijador para grasas y membranas celulares. Por su fuerte carácter oxidante no se usa para tinciones convencionales, excepto para las impregnaciones argénticas como el método de Golgi.