Evaluación de Conceptos Fundamentales en Microbiología
TEST 1: Bioseguridad y Epidemiología
- a) El campo estéril radial que genera el mechero Bunsen se debe a corrientes de convección.
- a) 1
- d) Fecohídrica
- c) Los microorganismos del grupo 2 pueden causar enfermedad en el hombre; hay poca probabilidad de que se propague y existe una profilaxis y tratamiento eficaz.
- b) En caso de intoxicación por ingestión, provocar siempre el vómito.
Desarrollo de Conceptos Clave (TEST 1)
1. ¿Qué es un fómite?
Son objetos inanimados que transportan microorganismos (m.o.) patógenos y, por lo tanto, pueden servir como fuente de infección. Ejemplos: monedas, interruptor de luz, ropa.
2. ¿Qué diferencia hay entre una enfermedad transmisible y una enfermedad contagiosa?
Enfermedades transmisibles: Son aquellas que se pueden transmitir entre individuos o animales por cualquier vía (directa o indirecta).
- Vía directa: aérea/respiratoria (aerosoles, gotitas de Flügge), sexual, parenteral (transfusiones, jeringuillas, cortes), vertical (vía placenta, parto), fecal-oral.
- Vía indirecta: fecohídrica, alimentaria, por fómites, vectores.
Enfermedades contagiosas: Son aquellas que se pueden transmitir directamente de persona a persona.
3. Enumere 5 medidas de seguridad e higiene en el laboratorio
- No comer, beber ni fumar.
- Lavado de manos al acabar la jornada, al salir del laboratorio, tras salpicadura o tras la retirada de guantes.
- Disponer de ropa protectora (bata).
- Al manipular las muestras, hacerlo con guantes.
- Cabello largo recogido.
4. ¿Qué diferencia hay entre el reservorio y la fuente de infección?
El reservorio es el hábitat donde se encuentran y se multiplican de forma natural los agentes biológicos capaces de producir la enfermedad.
La fuente de infección es el lugar en el que ocasionalmente está el patógeno y desde donde pasa al hospedador.
Ejemplos de fuentes/reservorios: suelo, agua, vegetación, hombre enfermo, hombre portador, animales (zoonosis).
5. ¿Asepsia? ¿Cómo trabajar de forma aséptica en laboratorio?
La Asepsia es una técnica de saneamiento que busca destruir los microorganismos patógenos presentes en personas, animales, superficies, ambiente o cosas.
En un laboratorio, se deben seguir unas instrucciones básicas:
- Mantener el local, superficies y equipos en condiciones correctas de higiene.
- Usar instrumental, recipientes, soluciones, medios y reactivos esterilizados.
- Realizar todas las operaciones siguiendo procedimientos asépticos.
TEST 2: Morfología y Tinción Bacteriana
- d) En la membrana plasmática
- d) Observación de cápsulas
-
Respecto al peptidoglicano de la pared bacteriana, señale la afirmación verdadera:
b) Es un polímero constituido por N-acetilglucosamina y ácido N-acetilmurámico. -
¿Cuál es el decolorante de la tinción de Gram y durante cuánto tiempo se aplica?
d) Alcohol-Acetona, 30 segundos -
¿Qué colorante principal utiliza la tinción de Wirtz-Conklin?
d) Verde malaquita -
Respecto a la tinción de corpúsculos metacromáticos:
d) El colorante que se utiliza es el azul de metileno de Loeffler que contiene KOH. -
Respecto a los mesosomas, señale la verdadera:
d) Todas son verdaderas -
¿Qué elemento no forma parte de la membrana citoplasmática de la mayoría de las bacterias?
a) Colesterol -
Indique qué función de la cápsula es falsa:
Facilita la fagocitosis (Nota: la cápsula generalmente inhibe la fagocitosis) -
Señale la afirmación verdadera sobre la tinción de Gram:
c) Nos permite hacer un diagnóstico presuntivo a partir de la tinción de una muestra de LCR. -
¿Con qué se elimina el exceso de colorante de tinción de endosporas?
b) Con agua -
Indica la afirmación correcta sobre el método de gota pendiente:
d) Todas son correctas -
Respecto a la tinción con naranja de acridina es cierto que:
a) Es una tinción de fluorescencia -
Fijación de la muestra:
d) a y b son correctas. -
¿Cómo se observa la cápsula bacteriana en tinción negativa?
c) La cápsula no se tiñe, pero el fondo sí, lo que permite observarla clara alrededor de la bacteria.
Desarrollo de Conceptos Clave (TEST 2)
1. ¿Qué es una endospora? ¿Cuándo aparecen y en qué géneros bacterianos?
Las endosporas son formas de resistencia que adoptan algunas bacterias (bacilos) en situaciones adversas, como deficiencia nutricional, desecación, frío, temperaturas elevadas o agentes químicos. Se forman en un proceso de esporulación o esporogénesis. Son tan resistentes a los factores ambientales que conservan su viabilidad durante años.
Géneros bacterianos:
- Deformantes: Clostridium spp.
- No deformantes: Bacillus spp.
Las endosporas son estructuras redondeadas u ovaladas, refringentes, situadas dentro de las bacterias. Dentro de la célula se localizan a nivel central, subterminal o terminal. Estos criterios se utilizan a nivel taxonómico.
Las esporas poseen distintos componentes superficiales, que son antígenos (AG). Estos antígenos son diferentes a los encontrados en las células vegetativas. También contienen elevadas concentraciones de calcio que les confiere resistencia.
La germinación es el paso inverso (de espora a bacteria vegetativa) y se inicia cuando la espora detecta circunstancias favorables en el medio (agua, nutrientes, etc.).
2. Justificación de la tinción diferencial en bacterias Gram positivas
La tinción es diferente debido a la composición química de su pared celular. Las bacterias Gram positivas poseen un mayor contenido de peptidoglicano/mureína (40-90%) en comparación con las Gram negativas (5-10%). Por ello, cuando en la técnica se decolora con alcohol-acetona, las Gram positivas sufren deshidratación y sus poros se contraen, impidiendo la salida del complejo cristal violeta-yodo (CV-yodo).
3. Tinción ácido-alcohol resistente o de Ziehl-Neelsen
Introducción y Fundamento
Esta es una tinción diferencial que permite distinguir aquellas bacterias cuyas paredes celulares contienen un elevado porcentaje de lípidos (ácidos micólicos), haciéndolas impermeables a los colorantes y a otros compuestos químicos en solución acuosa. Esta característica provoca que estos microorganismos no se coloreen bien con los reactivos de la tinción de Gram.
La tinción de Ziehl-Neelsen consigue que este tipo de bacterias, una vez teñidas, resistan la decoloración por ácidos y alcoholes (BAAR: Bacterias Ácido-Alcohol Resistentes).
El principal género bacteriano es Mycobacterium spp., aunque Nocardia spp. y Actinomyces spp. también tienen cierto grado de ácido-alcohol resistencia.
Fundamento: Debido a la capa gruesa de compuestos lipídicos en su pared, se deben utilizar métodos especiales para forzar la entrada del primer colorante (fucsina fenicada). Por ello, se calienta la preparación cubierta con este colorante durante un tiempo establecido. Una vez que el colorante ha penetrado en la pared celular, la decoloración con ácido y con alcohol resulta tan difícil que dichos microorganismos permanecen coloreados de rosa, mientras que el resto de las bacterias tomarán el colorante de contraste, azul de metileno.
Objetivo y Técnica
Objetivo: Estudiar la morfología y las propiedades de los microorganismos ácido-alcohol-resistentes y diferenciarlos de otros que no lo son.
Técnica:
- Preparar una extensión que contenga una mezcla de Staphylococcus aureus y Mycobacterium smegmatis, secar y fijar como ya se ha descrito.
- Cubrir la preparación completamente con fucsina fenicada y calentar cuidadosamente a la llama de un mechero hasta la emisión de vapores, evitando la ebullición. Se realiza invirtiendo el mechero y pasando la llama bajo la preparación periódicamente. Se repite durante 5 minutos, añadiendo colorante conforme este se evapora. La preparación no debe quedar seca en ningún momento.
- Lavar con agua el exceso de colorante.
- Decolorar con alcohol clorhídrico (3-5%) dejándolo actuar a temperatura ambiente durante 2 minutos.
- Lavar con agua y realizar la coloración de contraste: aplicar azul de metileno durante 1 minuto.
- Lavar con agua el exceso de colorante y secar la preparación como ya se ha indicado.
- Examinar la muestra al microscopio con objetivo de inmersión.
Resultados: Los bacilos ácido-alcohol-resistentes son largos y finos y aparecerán en grupos, teñidos de color rojo, mientras que las células que no son ácido-alcohol-resistentes aparecerán de color azul, tras la tinción de contraste.
Otras Técnicas de Tinción: Tinción con Auramina-Rodamina
Procedimiento:
- Preparar y fijar la muestra por calor.
- Cubrir con solución de auramina-rodamina filtrada durante 12-15 minutos e incubar a temperatura ambiente. Después, lavar y secar.
- Decolorar con ácido clorhídrico/alcohol al 3%-5% e incubar 3 minutos a temperatura ambiente. Solo se decolorarán las bacterias no BAAR. Después, lavar y escurrir.
- Cubrir con solución de contraste de permanganato potásico al 0,5% en agua destilada e incubar 2-3 minutos a temperatura ambiente. El permanganato elimina la fluorescencia de fondo que haya podido quedar y proporciona un fondo oscuro, sobre el que contrastan las bacterias fluorescentes.
- Lavar con agua destilada, escurrir y dejar secar al aire.
Resultados: La muestra se observará al microscopio de fluorescencia, donde las BAAR se observarán de color amarillo-verdoso intenso sobre fondo oscuro.
Desarrollo de Medios de Cultivo y Equipamiento (RA.3)
2. Agar Chocolate: Clasificación y Función
El agar chocolate es un medio sólido, enriquecido, complejo e indefinido, y no selectivo.
- Sólido: Porque contiene agar como agente solidificante.
- Enriquecido: Según su función, es enriquecido porque contiene sangre calentada de carnero o caballo, la cual libera los factores X (hemina) y V (NAD) necesarios para el crecimiento de bacterias exigentes como Neisseria y Haemophilus.
- Complejo o Indefinido: Según su composición química, la composición exacta de la sangre no se conoce con precisión, ya que incluye componentes biológicos naturales como sangre o infusión cerebro-corazón.
- No selectivo: Porque no contiene inhibidores, permitiendo el crecimiento de una amplia variedad de microorganismos.
3. El sistema BD BACTEC
Es un modelo avanzado que dispone de un sensor fluorimétrico de gases integrado en el vial del hemocultivo. Los fotodetectores presentes en cada una de las estaciones del instrumento miden el nivel de fluorescencia emitido por cada vial, que se corresponde con la cantidad de CO₂ liberado por los microorganismos. También dispone de un sistema para controlar el volumen de sangre inoculada.
Procedimiento para la Preparación de Medios de Cultivo
- Leer cuidadosamente las cantidades y el modo de preparación que indica el fabricante del medio de cultivo deshidratado.
- Pesar la cantidad necesaria para preparar 300 ml de medio de cultivo deshidratado: caldo o agar.
- Preparar la cantidad calculada del medio deshidratado.
- Disolver por agitación el medio en 150 ml de agua destilada en un matraz de 500 ml, y una vez disuelto, completar el volumen con 150 ml más.
- Cuando el medio de cultivo es líquido (un caldo sin agar), dispensar el medio adecuadamente disuelto en una cantidad de 10 ml en 24 tubos de ensayo dispuestos en una gradilla.
- Poner el tapón metálico sin presionar y colocar dentro del autoclave junto con la cinta de autoclavar/indicador.
- Cuando el medio de cultivo contiene agar, se debe calentar en el agitador magnético calefactable hasta su completa disolución, y cuando el fabricante lo indique, deberá llevarse a ebullición durante 1 minuto, para que el agar se mezcle adecuadamente con el resto de componentes del medio de cultivo.
- Autoclavar durante 15 minutos a 121 ºC y 1 atm de sobrepresión.